Evaluación
de Microorganismos de
Algunos
Suelos Procedentes de la
Región
de Azuero
Alexis De La Cruz =
L.1,
2*
1Docente e investigador de la Escuela de Biología,
Facultad de Ciencias Naturales, Exactas y Tecnología, Centro
Regional Universitario de Azuero, Universidad de Panamá.
2Profesor-Investigador, Centro de Estudios e
Investigaciones en Ciencias Agrarias y Ambientales, Centro Regio=
nal de
la USMA en Azuero, Chitré, Panamá.
*Autor para correspondencia. Emai=
l: alexisdelac@gmail.c=
om
Recibido:
10 de enero de 2018
Aceptado:
03 de abril de 2018
________________________________=
______________________________________________
Resumen
La cuenta viable de
microorganismos del suelo puede realizarse por la técnica de cuenta en plac=
a o
la técnica del número más probable (NMP). Los principios fundamentales de e=
stas
técnicas son dispersión de una muestra en un diluyente apropiado, distribuc=
ión
en un medio apropiado de crecimiento, incubación bajo condiciones óptimas, =
y conteo
de las colonias desarrolladas. La producción microbiológica de CO2 en el su=
elo puede
ser determinada incubando el suelo en jarras, el objetivo de este proyecto
consistió en Caracterizar los
microorganismos existentes de tres tipos de suelos: Agrícola, Ganadero y
Forestal, a través de múltiples técnicas de microbiología. Se seleccionará =
un
área preferiblemente rectangular de aproximadamente 10x5 metros, sobre la c=
ual
se empleara un muestreo en forma zigzag en donde se tomaran 5 submuestras de
aproximadamente 10g de cada una (que se depositan en bolsas plásticas de 1 =
lb),
a 20 cm de profundidad, para luego homogenizarla en una sola muestra. Una v=
ez
realizada el procedimiento las muestras son llevadas a la Unidad de
investigación del Centro Regional Universitario de Azuero. Al finalizar este
proyecto de investigación hemos llegado a la conclusión de que la Hipótesis=
de
investigación fue aceptada ya que se presenta una mayor ocurrencia y divers=
idad
de microorganismos en uno de los tres suelos evaluados.
Palabras Clave: Suelo,
Microorganismos, Zigzag, homogenización y diversidad.
Abstract
The
viable count of microorganisms in the soil may be performed by plate count
technique or most probable number technique (MPN). The fundamental principl=
es
of these techniques are dispersing a sample in an appropriate diluent,
distribution in an appropriate growth medium, incubation under optimal
conditions, and counting the colonies developed. Microbial production of CO=
2 in
the soil can be determined by incubating the floor akimbo, the aim of this
project was to characterize the microorganisms of three types of soil:
Agricultural, Livestock and Forestry, through multiple techniques of
microbiology. one preferably rectangular area of about
10x5 meters, on which sampling is employed as zigzag where five subsamples =
of
about 10g of each (which are deposited in plastic bags 1 lb) were taken are
selected, a 20 cm deep and then homogenize in a single sample. Once the
procedure samples are taken to the Research Unit of the University Regional
Center Azuero. Upon completion of this research project we have concluded t=
hat
the research hypothesis was accepted as an increased occurrence and diversi=
ty
of microorganisms in one of the three soils tested is presented
Keywords: Soil,
Microorganism, Zigzag, Homogenize and Diversit.
1 Antecedentes y Justificación
El análisis de suelo, es una
importante herramienta que bien usada sirve para el diagnóstico de suelo, p=
ara
determinar las propiedades edáficas así como su estado de fertilidad, lo que
permitirá recomendar sobre la fertilización y verificar avances en la degra=
dación
de los suelo. (Villareal y Name, 1996). Los ambientes terrestres son
heterogéneos y discontinuos, ya que contienen una gran cantidad de
microorganismos. Las comunidades microbianas varían en cuanto a la profundi=
dad
y tipo de suelo, en el horizonte superficial se tiene muchos microorganismos
que en otros horizontes, también las comunidades pueden variar de un sitio a
otro, debido a que coexisten grandes comunidades microbianas de suelo, de a=
llí
que sea necesario tomar más de una muestra para obtener un análisis microbi=
ano.
La respiración del suelo se define como la producción total de CO2, por uni=
dad
de área y de tiempo, y se debe a la respiración de organismos edáficos, raí=
ces,
hifas micorrícicas, y en menor extensión, a la oxidación bioquímica de los
compuestos de carbono (Lloyd y Taylor, 1994). La respiración del suelo
constituye un evento central de los cambios ecológicos globales debido a su
papel controversial en los procesos de calentamiento global ya que puede
determinar si un ecosistema dado se comporta como fuente o sumidero de CO2
(Jassal et al., 2007).La catalasa forma parte de los sistemas de
des-toxificación de las células animales y vegetales, y de bacterias aerobi=
as y
anaerobias facultativas. La reacción específica que cataliza es la ruptura =
del
H2O2 para formar agua y oxígeno. El H2O2 se forma en el transporte de
electrones de la cadena respiratoria y en ciertas reacciones de hidroxilaci=
ón y
oxigenación (Alef y Nannipieri, 1998). La catalasa se relaciona con la
actividad microbiana del suelo por ser una enzima intracelular presente en
microorganismos aerobios y en la mayoría de los anaerobios facultativos.
Durante los procesos biológicos (metabolismo) se generan especies químicas
conocidas como radicales libres, los cuales se caracterizan por presentar un
electrón desapareado y por ser muy reactivas. Entre estos radicales, las
especies reactivas derivadas del oxígeno (EROS) resultan de gran interés de=
bido
a su estructura birradical y al gran número de procesos que las generan y en
los que pueden verse involucradas. Se han empleado muchos métodos para
determinar la actividad de la catalasa, los cuales miden la cantidad de oxí=
geno
liberado (O2) o el H2O2 remanente. El oxígeno puede cuantificarse por
volumetría de gases o cromatografía de gases. El H2O2 se determina por
volumetría o colorimetría (García et al., 2003). Castro y Flores (2014), realizaron estudios con el obje=
tivo
de determinar la actividad, densidad microbiana y físico-química de tres
suelos, con distintos sistemas de manejo agrícola, durante los meses de abr=
il y
mayo en el Ejido, corregimiento de Santa Ana, provincia de los Santos, el c=
ual
aislaron Echerichia coli, mediante=
la
técnica de cultivo de enriquecimiento y selección por medios específicos. L=
os
resultados encontrados en esta investigación, no arrojan diferencias
significativas (p˃0,05), respecto a la densidad microbiana en los distintos manejos ag=
rícolas (alternativa orgánica, convencio=
nal
y casa de vegetación). En cuanto a la actividad
microbiana, la enzima deshidrogenasa presento significancia solamente para =
la
alternativa orgánica con una X=3D1,54, y respecto a la respiración no se
presentaron diferencias entre los tratamientos agrícolas. Brito (2014), rea=
lizo
un estudio con el objetivo de aportar al conocimiento del control de las
enfermedades del suelo realizando la identificación molecular de bacterias =
en
suelo agrícola tratado con el agente químico: 1-3 Dicloropropeno al 45% y
Cloropicrina al 55%, y comparo su efecto versus un suelo sin la aplicación =
del
mismo. Las muestras de suelo fueron recolectadas en la finca productora de
flores “Latitud Cero”. Para este estudio se evaluaron las poblaciones de
bacterias del suelo en cultivo de Hypericum (familia de Hypericaceae), como
resultado, se observó que el agente químico biosida destruyó gran parte de =
la
biodiversidad de bacterias en el suelo estudiado y a su vez disminuyó la
población total. Las bacterias identificadas por medio de técnicas molecula=
res
en el tratamiento antes del biosida no fueron previamente descritas en las
bases de datos siendo nuevos descubrimientos que un futuro deberán determin=
arse
y clasificarse, mientras que el tratamiento después del biosida fueron:
Bacillus megatherium, Bacillus cereus, Bacillus flexus, Bacillus bombysepti=
cus
y Pseudomonas flourescens. Esta investigación o estudio servirá co=
mo una
caracterización de microorganismos presente en los suelos, ya que esto
permitirá conocer qué tipo de suelos es más acto para la siembra de cultivo=
s, el pastoreo de animales y el nacimiento=
de
reservas forestales, además comparar con otros tipos de suelos las alteraci=
ones
que pueda llegar a tener y corregirlas mediante los datos obtenidos en este
estudio brindará información valiosa a los agricultores, ganaderos y a los
guarda bosques. Promoverá el desarrollo de una adecuada escogencia de los
suelos. Comprobara si las condicio=
nes de
estos suelos es acta para el cultivo y el pastoreo. El objetivo de esta
investigación fue, caracterizar los
microorganismos existentes de tres tipos de suelos: Agrícola, Ganadero y
Forestal, a través de múltiples técnicas de microbiología.
2 Materiales y métodos
Diseño del estudio
Para este trabajo se tomaron en
cuenta tres suelos bajo las acciones ganadera, agrícola y bosque forestal, =
cada
uno de ellos fue monitoreado en zigzag en donde se tomaran 5 submuestra=
s y
luego homogenizarla en una sola muestra. Para su debida caracterización y
cuantificación de microorganismos de los tres suelos.
Ubicación del estudio
Las muestras de suelo fueron tom=
adas
en tres puntos de la región de Azuero, para esta investigación. Los suelos
fueron monitoreados en el IDIAP en La Villa de Los Santos para el suelo
agrícola, en la finca de Santa Ana de Los Santos para el suelo ganadero y L=
os
Cerritos de Los Pozos para el suelo de bosque forestal.
Variables
Dependiente: 3 tipos de suelos
(agrícola, ganadero y bosque forestal) Independiente: Microorganismos.
Hipótesis
Hay mayor ocurrencia y diversida=
d de
microorganismos en uno de los suelos evaluados.
Recole=
cción
de las muestras
Se
seleccionará un área preferiblemente rectangular de aproximadamente 10x5
metros, sobre la cual se empleara un muestreo en forma zigzag en donde se tomaran 5 submuestras de aproximadamente 10g=
de
cada una (que se depositan en bolsas plásticas de 1 lb), a 20 cm de
profundidad, para luego homogenizarla en una sola muestra.
Una
vez realizada el procedimiento las muestras son llevadas a la Unidad de
investigación del Centro Regional Universitario de Azuero.
Proceso de laboratorio: (Estos procedimientos son aplica=
dos
a los tres tipos de suelo)
Técnic=
a de
dilución Seriada y Esparcido
Se
pesan 10 g de cada una de las muestras de suelo, que se depositan en una
botella de vidrio contenida de agua destilada estéril, la cual se homogeniza
con la muestra de suelo.
Homogenizada
la solución se procede a aplicar la dilución seriada en 4 tubos de ensayo q=
ue
contiene agua destilada, el cual se tomara 1 ml de la solución, el proceso =
de
dilución se da de esta forma, se parte de la dilución 0.1 de la 0.01, de la 0.01 a la 0.001, =
de la
0.01 a la 0.0001.
Luego
del proceso de dilución con una micropipeta se toma 0.1 microlitro, esto se
sembraran en Agar Saburaud (AS), Agar ENDOLES (AE), Agar Cetrimide (AC) y A=
gar
Plate Count (PC), por medio de la técnica de esparcido
Culminado
el proceso de siembra se incuban a
temperatura de 30°C los platos con AS, a 26°C los platos con PC y a 37°C los
platos con AE y AC. En un periodo de 5 días en el caso de hongos y levadura=
s, y
24 horas en el caso de bacterias. Para la observación de resultados.
Técnica de microscopia y Tinción de Gram=
Pasa
el periodo previo de incubación, se realiza una cuantificación y
caracterización de hongos y colonias de bacterias crecidas en cada medio, l=
a tinción
de Gram y verificación a través de la técnica de microscopia de la siguiente
manera:
Tinción de Gram o diferencial en el AE, AC y PC, se real=
iza
el frotis, con una pequeña gota de agua destilada, inoculando la cepa al
portaobjeto con movimiento circular por unos minutos, secándola en el meche=
ro.
Colocar una gota de violeta cristal por un minuto, y lavar con agua destilada.
Agregar una gota de lugol por 1 minuto, lavar con agua
destilada
Decolorar como sigue se hace con alcohol decolorante por=
0
s, y lavar con agua destilada.
Por último se le agrega la sustancia de contraste que es
safranina, para teñir las bacterias que pierden el cristal violeta, por 15 =
s o
1 minuto, se lava y se deja secar.
Observar al microscopio.
Tinción para hongos AS, se agrega una pequeña gota en el
portaobjeto si las esporas son de color, de no ser así se agrega lacto feno=
l.
Se toma las esporas del hongo a identificar y se
distribuyen en la gota de agua.
Se coloca el cubre objeto sobre el inóculo
Se observan al microscopio.
Medición del CO2
Incuba=
ción
de la muestra de suelo en Erlenmeyer.
En
un Erlenmeyer se depositan 10 ml de agua destilada como nuestro control, al
cual colocamos un tubo de hidróxid=
o de
sodio suspendido dentro del mismo Erlenmeyer.
En
dos Erlenmeyer agregamos 10 gramos de suelo a el cual se rotulara como
(Erlenmeyer(A) y Erlenmeyer (B))
En
el Erlenmeyer (A) se coloca un tubo con hidróxido de sodio y en el Erlenmey=
er
(B) colocamos un tubo con sacarosa=
. Luego
los Erlenmeyer con suelo y el Erlenmeyer control lo colocamos por 7 días en=
el
horno a temperatura ambiente.
Siembra
por esparcido:
para dilui=
rlo en
90 ml de agua destilada estéril de la cual se hicieron 3 diluciones (desde =
la
10-2 hasta la 10-4)
en medio de cultivos:
Titulación:
7 días después de haber montado el
sistema de respiración de suelo Animal, se procede a cuantificar la producc=
ión
de CO2 y la medición de la actividad respiratoria.
Teniendo en cuenta la siguiente
ecuación:
Na2CO3 + H2O + OH=
-
+ BaCl2à NaCl + BaC=
O2
+ HCl + BaCl2+ HCO3 + NaCO3
Asi
pues:
CO2 + 2NaOHà Na2CO3 + H2O
Se evaluó el control con 100 ml de =
HCl;
el suelo sin Sacarosa; y el suelo con sacarosa.
A las muestras se le añadió
Fenoftaleína como indicador de cambio de color al ser titulado con HCl.
Para después establecer la siguiente
ecuación:
<=
/span>C-
Activación
de la catalasa en el suelo
Preparación
de la muestra de suelo
Muestra:
Se pesa 0,5 g del suelo húmedo en un
Erlenmeyer y se añade 40 ml de agua destilada, se tapa y se comienza
agitar por 30 minutos en agitador
rotatorio.
Luego =
de
los 30 minutos se añadió 5 ml de H=
2O2
y se comenzó agitar nuevamen=
te
durante 10 minutos exactos en agitador. Para la reacción enzimática y la
estabilización del peróxido de hidrogeno remanente se adiciona 5 ml de H
Control:
Se prepara de igual manera que la muestra pero sustituye=
ndo
los 5 ml de H2O2 por igual volumen de agua destilada.
De igual manera se le adiciono 5 ml de H2SO4 1,5 M aunqu=
e no
se le haya adicionado el peróxido de hidrogeno. Se filtran 25 ml.
Blanco sin suelo:
Se agregan 40 ml de agua destilada en un Erlenmeyer.
Se vierten 5 ml de H2O2=
Y 5
ml de H2SO4 1,5 M obteniendo una solución de H2<=
/sub>O2
8,8 ml (este volumen de líquido contiene un total de 0,44 m moles de H=
2O2).
Se filtran 25 ml.
Evaluación de la C=
atalasa
Titulación:
Cada una de las muestras se titulan con
Permanganato de Potasio KMnO4 0,01 M, agitando continuamente la disolu=
ción
mientras se está titulando.
El punto final de cada valoración es señalado
por: (cada muestra se le toma el tiempo de titulación).
Muestra:
Se termina su titulación por la incorporación al añadir la gota.
Control:
se señala con la aparición de un color rodado permanente.
Blanco:
su titulación inicia con la aparición de un color rosado y termina al cambi=
ar a
transparente.
Luego de titular todas las muestras se realiz=
an
los cálculos pertinentes para la evaluación de catalasa.
3
Resultados y Discusión
Figura N°1: Eje de las Y=3D Suelo agrícola (naranja),
suelo de Bosque forestal (amarillo), suelo ganadero (verde). Eje de las X=3D
Medios de cultivos (Agar ENDOLES, Agar Cetrimide, Agar plate count, Agar
Tripticasa de soja, Agar Extracto de malta).
Fig.Nº2: Crecimiento en Agar Cetrimide y
respectivas diluciones en cada suelo; A- Suelo Agrícola (A.1: Dilución 10-1,
A.2: Dilución 10-2, A.3: Dilución 10-3);
B- Suelo Ganadero (B.1: Dilución 10-1, B.2: Dilución 10-2, B.3: Dilu=
ción
10-3); C- Suelo Forestal (C.1: Dilución 10-1, C.2: Dilución 10-2, C.3: Dilu=
ción
10-3
Fig. Nº3: Crecimiento en Agar Tripticasa de S=
oja
y respectivas diluciones en cada suelo; A- Suelo Forestal (A.1: Dilución 10=
-1,
A.2: Dilución 10-2, A.3: Dilución 10-3);
B- Suelo Agrícola (B.1: Dilución 10-1, B.2: Dilución 10-2, B.3: Dilu=
ción
10-3); C- Suelo Ganadero (C.1: Dilución 10-1, C.2: Dilución 10-2, C.3: Dilu=
ción
10-3).
Fig.Nº5: Crecimiento en Agar Extracto de Ma=
lta
y respectivas diluciones en cada suelo; A- Suelo Agrícola (A.1: Dilución 10-1, A.2: Di=
lución
10-2, A.3: Dilución 10-3); B- Suelo Ganadero (B.1: Dilución 10
Fig.Nº6:
Crecimiento en Agar ENDOLES y respectivas diluciones en cada suelo; A- Suelo
Forestal (A.1: Dilución 10-1, A.2: Dilución 10-2, A.3:
Dilución 10-3); B- Suelo
Agrícola (B.1: Dilución 10-1, B.2: Dilución 10-2, B.3:
Dilución 10-3); C- Suelo Ganadero (C.1: Dilución 10-1,
C.2: Dilución 10-2, C.3: Dilución 10-3).
Medición del CO
Respiración
del suelo por medida del CO2 atrapado en una disolución de NaOH.=
Cuadro N° 2: RESPIRACIÓN
DE TRES TIPOS DE SUELO CONSUMIDOS EN HCL EN EL ÁREA DE AZUERO. AÑO: MAYO Y
JUNIO DE 2016.
|
Tipo
de suelo |
ml
de HCl consumidos |
|
Ganadero |
33,0 |
|
Agrícola |
43,3 |
|
Bosque
forestal |
31,2 |
|
Blanco |
51,7 |
N=
ota: Estimación del CO2
desprendido durante la incubación del suelo en un sistema cerrado. El CO
Figura No.7=
:
RESPIRACIÓN DEL CO2 DEL SUELO TITULADO CON HCL CONSUMIDO. EN EL =
ÁREA
DE AZUERO. AÑO: MAYO Y JUNIO DE 2016.
Figura
No.8 POR=
CENTAJE
DE C-CO2 DESPRENDIDO EN TRES TIPOS DE SUELO.EN EL ÁREA DE AZUERO.
AÑO: MAYO Y JUNIO DE 2016.
Los resultados obtenidos podemos observa=
r que el CO2 absorbido y despr=
endido
del suelo el más sobresaliente fue=
el
suelo de bosque forestal con 34,1x10-3mg
C-CO2 kg-1 suelo seco día-1 ya que tiene una estimació=
n de
la biomasa microbiana realmente activa. Mientras que el suelo agrícola tuvo=
una
menor liberación de CO2 con13, 4x10-3mg C-CO2 kg-1 suelo
seco día-1, a
pesar de que el suelo ganadero también presento un elevado desprendimiento =
de
CO2 aunque es considerado con menos actividad microbiana ya que =
es
pisado muchas veces por el ganado lo cual disminuye su porosidad.
Determinación de la
actividad catalasa del suelo.
Evaluación de la
catalasa
Cuadro N° 3: PRUEBA DE CATALASA EN TRES SUELOS
TRATADOS EN LA REGIÓN DE AZUERO. AÑO: MAYO Y JUNIO DE 2016.
|
Tipo de suelo |
Tratamiento |
Consumo final (ml) |
Tiempo consumido (segundos) |
|
|
Muestra |
5,2 |
6 |
|
Ganadero |
Control |
2,2 |
5 |
|
|
Blanco |
2,7 |
7 |
|
|
Muestra |
8,2 |
10 |
|
Agrícola |
Control |
2,0 |
5 |
|
|
Blanco |
5,1 |
6 |
|
|
Muestra |
6,1 |
15 |
|
Bosque forestal |
Control |
2,1 |
6 |
|
|
Blanco |
2,4 |
8 |
<= o:p>
F=
igura
No.9: COMPARACIÓN DE LOS
TRATAMIENTOS DE TRES TIPOS DE SUELO CONSUMIDO POR KMnO4.AÑO: MAY=
O Y
JUNIO DE 2016.
Se obtuvo en el suelo ganadero 2,7 ml de KMnO4 gastado en=
la
valoración del blanco sin suelo y con H2O2, 5,2 ml de=
KMnO4
gastado en la valoración de la muestra con suelo, H2O2 y
H2SO4, y 2,2 ml de KMnO4 gastado en la
valoración del control y sin H
En el suelo de bosque forestal 2,4 ml de KMnO4 gastado en=
la
valoración del blanco sin suelo y con H2O2, 6,1 ml de
KMnO4 gastado en la valoración de la muestra con suelo, H2<=
/sub>O2
y H2SO4, y 2,1 ml de KMnO4 gastado en la
valoración del control y sin H
La muestra del suelo agrícola consumió mucho más KMnO4, ya
que no se encuentra la enzima catalasa que provoca la descomposición del H<=
sub>2O2
en H2O y O2 y el H2O2 que perma=
nece
inalterado después que tuvo lugar la reacción enzimática. Mientras que el
blanco para los tres suelos estudiados debería haber consumido más ya que e=
ste
no presentaba el suelo.
4 Conclusión
Al
finalizar esta investigación hemos llegado a la conclusión de que la Hipóte=
sis
de investigación fue aceptada ya que se presenta una mayor ocurrencia y
diversidad de microorganismos en uno de los tres suelos evaluados.
La
aplicación de las técnicas de Microscopia, tinción de Gram y esparcido
predispuestas para este proyecto de investigación fueron efectivas a la hor=
a de
identificar los microrganismos existentes en los tres tipos de suelo (Agríc=
ola,
Ganadero y Forestal).
La
cuantificación de los microorganis=
mo
encontrados en los tres tipos de suelo (Agrícola, Ganadero y Forestal), en
donde el suelo que obtuvo mayor crecimiento fue el agrícola presentando una
alta incidencia en la siembra de diluciones en 3 de los 5 medios utilizados
Agar ENDOLES, Agar Cetrimide, Agar Plate Count, Agar Extracto de Malta y Ag=
ar
Tripticasa de Soja.
La
comparación de la activación de la catalasa fue mayor en el Suelo Agrícola.=
5
Bibliografía
ALEF, =
K.
Y NANNIPIERI, P. (1998). Enzyme activities: Catalase acti=
vity. E=
n:
Alef, K., Nannipieri, P. (editores). Methods
in applied soil microbiology and biochemistry, Academic Press. <=
span
lang=3DES style=3D'font-size:12.0pt;font-family:"Garamond",serif;mso-fareas=
t-font-family:
Calibri;mso-bidi-font-family:"Times New Roman";mso-ansi-language:ES'>Gran
Bretaña
BRITO,=
F. (2014).
Identificación por fenotipo,
cuantificación y técnicas moleculares de bacterias a dos profundidades en el
cultivo ¨Hypericum¨ antes y después del tratamiento de 1-3 Dicloropropeno y
Cloropicrina. Tesis de grado presentada como requisito para la obtención
del título de Ingeniero en Agro-empresa. UNIVERSIDAD SAN FRANCISCO DE QUITO.
Quito, mayo 2014.
CASTRO=
, C.
Y FLORES, A. (2014). Determinación =
de la
actividad, densidad microbiana y físico-química en tres suelos, bajo difere=
ntes
sistemas de manejo agrícola, durante los meses de abril y mayo en el Ejido,
corregimiento de Santa Ana, Provincia de Los Santos. Tesis de investigación de la
escuela de Biología, Centro Regional Universitario de Azuero.
CUEVAS, M., ESPINOSA, G., ILIZALITURRI, C. Y MENDO=
ZA,
A. (2012). Métodos ecotoxicológicos=
para
la evaluación de suelos contaminados con hidrocarburos. Instituto Nacio=
nal
de Ecología (INE). Universidad Veracruzana. p. 38.
GAR=
CÍA,
C., GIL, F., HERNÁNDEZ, T., TRASAR, C. (2003). Técnicas de Análisis de Parámetros Bioquímicos en suelos. Medid=
a de
Actividades Enzimáticas y Biomasa Microbiana. Editorial Mundi-Prensa. Españ=
a
IBÁÑEZ, J. (2008). ¿Qué
es la Fertilidad del Suelo?: Fertilidad Física, Química y Biológica. Un
Universo invisible bajo nuestros pies: Los suelos y la vida. Obtenido el 4 =
de
junio del 2016 en: http://www.madrimasd.org/blogs/universo/2008/01/29/83481=
.
JAS=
SAL,
T., BLACK, T., CAI, K., MORGENSTERN, Z., LI, D., GAUYMONT-GUAY Y NESIC. Z.
(2007). Components of ecosystems
respiration and an estimate of net primary productivity of an intermediate-=
aged
Douglas-Fir stand. Agric. For. Meteorol. 144: págs. 44-57.
LLO=
YD,
J. Y A. TAYLOR. (1994). On the
temperature dependence of soil respiration. Functional Ecology 8: págs. 315-323.
ORGANIZACIÓN DE LAS NACIONES UNIDAS PARA LA ALIMENTAC=
IÓN
Y LA AGRICULTURA (UNESCO). (2016). Degradación del Suelo. Ciudad del Saber,
Panamá.
RAMOS, J. (2010). TÉCNICAS
DE MUESTREO PARA MANEJADORES DE RECURSOS NATURALES. Unidad 6 Los
Microorganismos de suelo. Obtenido el 10 de julio del 2016 de
http://www2.inecc.gob.mx/publicaciones/libros/429/organismos.pdf.
VÁSQUEZ, J., MACÍAS, F. Y MENJIVAR, J. (2013). Respiración del suelo según su uso y su
relación con algunas formas de carbono en el Departamento del Magdalena,
Colombia. BIOAGRO versión impresa ISSN 1316-3361. Obtenido e=
l 4
de junio del 2016 en: www.scielo.org.ve/scielo.php?script=3Dsci_arttext&=
;pid=3DS1316.
VIL=
LAREAL,
J. Y NAME, B. (1996) Monitoreo de c=
ambios
en la fertilidad de suelos por medio de análisis de laboratorios. Revis=
ta
Agronomía Mesoamericana. Págs. 301-309.
Invest. pens. crit. (ISSN 1812-3864)
Vol. 6, No. 1, enero-abril
2018
pp. 51-64
Invest. pens. crit. (ISSN
1812-3864)
Vol. 6, No. 1, enero-abril
pp. 51-64
____________________________=
_____________________________________________